小鼠 IgM 单克隆抗体腹水纯化试剂盒

一、方法简介

本试剂盒基于不同蛋白在特定沉淀体系中的溶解度差异，结合分步沉淀、复溶、透析及终处理流程，对小鼠 IgM 腹水中的目标抗体进行富集与纯化。经条件优化后，该流程兼顾了抗体活性保持、操作重复性与样品回收效率，适合常规实验室开展 IgM 腹水纯化。

二、产品特点

? 流程清晰，常规离心条件下即可完成主要纯化步骤。

? 针对 IgM 腹水样本设计，便于分步去除杂蛋白与脂类成分。

? 在规范操作前提下，所得抗体纯度通常可达到 90% 以上。

? 体系较为温和，有利于保留抗体天然活性，便于后续实验应用。

三、试剂盒组份

四、操作流程

1. 样品与试剂复温：将试剂盒从 4°C 取出，在室温放置约 30 分钟。可同时取出腹水样品，在避光条件下于室温放置约 15 分钟；样品如已冻结，可在流动自来水下边轻摇边快速融解。

2. 澄清离心：将融解后的单克隆抗体腹水以 8000-12000 rpm、室温离心 10 分钟。

3. 加入纯化液 A：弃去最上层浮沫及油脂，将上清转移至洁净离心管或容器中。按每 1 mL 腹水加入 1 mL 纯化液 A 的比例处理，轻轻倒转混匀后，室温避光放置 30 分钟。

4. 沉淀复溶并加入纯化液 C：以 8000 rpm、室温离心 10-20 分钟。收集沉淀，并用纯化液 B 将其溶解至原始腹水体积的 1/2。随后按当前体积每 1 mL 加入 1 mL 纯化液 C，倒转混匀后室温避光放置 10 分钟。

5. 收集上清并加入纯化液 D：再以 8000 rpm、室温离心 10-20 分钟，弃沉淀、保留上清。按每 1 mL 上清加入 1 mL 纯化液 D，倒转混匀后室温避光放置 20 分钟。

6. 沉淀复溶与透析：以 8000 rpm、室温离心 10-20 分钟后收集沉淀，用纯化液 B 缓慢复溶，终体积控制为原始腹水体积的 1/3。透析袋先用纯水浸泡 5 分钟，再轻捏数次并用纯水冲洗干净后装样封口。透析液可直接用纯水配制至 8 L；若先配成 400 mL 浓缩液，使用时按 20× 稀释。按抗体体积 : 透析液体积 = 1 : 100 的比例，于 4°C 透析过夜。透析完成后取回抗体。

7. 加入纯化液 E：按透析后抗体体积 : 纯化液 E 体积 = 9 : 1 的比例加入纯化液 E，混匀后静置 5 分钟，再以 8000 rpm、室温离心 10 分钟。弃去沉淀，保留上清，即为纯化后的抗体。

8. 缓冲液置换与终处理：将纯化抗体换入后续实验所需缓冲液。建议按抗体体积 : 透析液体积不低于 1 : 50，于 4°C 透析，并在过程中换液 3 次；总透析时间不宜超过 24 小时。随后以 8000 rpm、室温离心 10 分钟，取上清测定蛋白浓度，并调整至约 5 mg/mL。 加入 1/100000 体积的 NaN3 作为防腐剂，完成除菌过滤后于 -20°C 保存备用。

五、储存条件

试剂盒建议避光保存于 4°C（或 2-8°C）。在未开启条件下，保质期为 1 年。

六、注意事项

? 严重溶血或已明显腐败的腹水样本不建议用于本流程。

? 离心操作温度不宜高于 37°C。

? 各步加样与量取请尽量准确，否则可能影响最终纯度和回收效果。

? 若透析过程中不进行搅动，每次静置透析时间建议不少于 4 小时。

? 如认为常规透析效率偏低，可根据实验条件改用超滤管进行缓冲液置换。

? 由于部分单抗制备过程存在人工筛选与培养因素，少数 IgM 细胞株所得抗体的结构或理化性质可能出现差异。若确认操作无误但纯化效果仍不理想，可尝试改用其他更适配的纯化方案。

*本试剂仅供实验室研究使用